การประเมินประสิทธิภาพชุดตรวจสารพันธุกรรมต่อเชื้อโควิด-19 3 ยี่ห้อโดยใช้ค่า Cycle Threshold
คำสำคัญ:
qRT-PCR, Cycle threshold, ค่าตัดสิน, โควิด-19บทคัดย่อ
หลักการและวัตถุประสงค์: ในช่วงการระบาดของโรคติดเชื้อโควิด-19 ทั่วโลกนั้นมีชุดน้ำยาตรวจสารพันธุกรรมต่อเชื้อโควิด-19 ที่มีประสิทธิภาพหลากหลายยี่ห้อที่ห้องปฏิบัติการแต่ละแห่งสามารถเลือกใช้เพื่อเพิ่มขีดความสามารถในการตรวจคัดกรองโรคติดเชื้อโควิด-19 เพื่อให้การควบคุมการระบาด การป้องกัน การรักษาได้อย่างถูกต้องและรวดเร็วเพื่อลดอัตราการเกิดอาการรุนแรงและอัตราการเสียชีวิต โดยผู้วิจัยได้เลือกใช้ชุดตรวจหาสารพันธุกรรมต่อเชื้อโควิด-19 โดยใช้หลักการ quantitative reverse transcriptase polymerase chain reaction (qRT-PCR) ทั้งหมด 3 ชุดตรวจที่ใช้งานในโรงพยาบาล ได้แก่ ชุดตรวจด้วยเครื่องอัตโนมัติ Cobas 6800, ชุดตรวจยี่ห้อ Allplex SARS-CoV2 Master Assay และชุดตรวจยี่ห้อ Sansure Assay โดยแต่ละชุดน้ำยาใช้กับเครื่องของแต่ละบริษัท ได้แก่ Cobas 6800, Biorad CFX96 และ MA6000 ตามลำดับ เนื่องจากมีการใช้ชุดน้ำยาตรวจ 3 ชนิดแต่ละชนิดมีค่า limit of detection (LOD) ที่ต่างกันเพื่อให้มีค่าตัดสินร่วมกันไม่ว่าจะตรวจด้วยน้ำยายี่ห้อใดก็ตาม ดังนั้นวัตถุประสงค์ของการศึกษาครั้งนี้เพื่อประเมินประสิทธิภาพของชุดตรวจทั้ง 3 ชนิด และหาค่า cycle threshold (Ct) เพื่อใช้เป็นค่าที่ใช้ตัดสินใจในการแปลผลและการทดสอบซ้ำที่เหมาะสมและกำหนดเป็นแนวทางในการแปลผลและรายงานผลในห้องปฏิบัติการโดยใช้ตัวอย่างผู้ป่วยในการทดสอบภายใต้ห้องปฏิบัติการที่ผ่านการรับรองมาตรฐานสากล (ISO 15189)
วิธีการศึกษา: ทำการเจือจางตัวอย่าง nasopharyngeal swab ด้วยอาหารเลี้ยงเชื้อ (viral transport medium) ที่ทราบผลการทดสอบเป็นพบเชื้อโควิด-19 จำนวน 10 ตัวอย่างโดยเจือจางตัวอย่างดังนี้ undilute, 1:10, 1:10-2, 1:10-3, 1:10-4, 1:10-5, และ1:10-6 แล้วทำการตรวจ qRT-PCR ตามวิธีปฏิบัติของชุดตรวจแต่ละชนิด โดยทำการทดสอบซ้ำ 3 ครั้งในทุกตัวอย่างแล้วพิจารณาค่าความไวจากความสามารถในการตรวจพบเชื้อในตัวอย่างที่ค่าเจือจางสูงสดุ และบันทึกค่า Ct ที่ได้ทุกตัวอย่างจากนั้นนำผลที่ได้คำนวณค่าเฉลี่ยเพื่อกำหนดเป็นค่าตัดสินร่วมของชุดตรวจทั้ง 3 ชนิด
ผลการศึกษา: พบว่าชุดตรวจด้วยเครื่องอัตโนมัติ Cobas 6,800 ชุดตรวจยี่ห้อ Allplex SARS-CoV2 Master Assay และชุดตรวจยี่ห้อ Sansure Assay โดยให้ผลการตรวจพบเชื้อโควิด-19 ในระดับค่าเจือจางที่ดีที่สุดคือ 1:10-5, 1:10-3และ 1:10-3 ตามลำดับ นอกจากนั้นได้ทำการทดสอบเพื่อหาค่า Ct ที่เหมาะสมสำหรับการแปลผลของชุดน้ำยาทั้ง 3 ชนิด พบว่าค่า Ct ที่สามารถใช้เป็น ค่าตัดสินเพื่อการพิจารณาการรายงานและการทดสอบซ้ำเพื่อความถูกต้องได้ผลดังนี้ E gene = 36.67, ORF1ab gene = 35.59 และ N gene = 36.09
สรุป: ชุดตรวจที่มีในห้องปฏิบัติการ โรงพยาบาลขอนแก่น ที่มีความไวสูงสุดคือชุดตรวจด้วยเครื่องอัตโนมัติ Cobas 6,800 ตามด้วยชุดตรวจยี่ห้อ Allplex SARS-CoV2 Master Assay และชุดตรวจยี่ห้อ Sansure Assay ที่มีความไวเทียบเท่ากัน และ ค่า Ct ที่ได้นำไปใช้ในการกำหนดแนวทางการรายงานผลการตรวจหาเชื้อโควิด-19 ด้วยวิธี qRT-PCR ในห้องปฏิบัติการเพื่อให้ผู้ปฏิบัติใช้เป็นแนวทางเดียวกันในการรายงานผลต่อไป
เอกสารอ้างอิง
World Health Organization. Pneumonia of unknown cause- China [Internet]. [Cited Jan 5, 2020]. Available from: https:www.who.int/csr/don/05-january-2020.
Naqvi AAT, Fatima K, Mohammad T, Fatima U, Singh IK, Singh A, et al. Insights into SARS-CoV-2 genome, structure, evolution, pathogenesis, and therapies: Structural genomics approach. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis 2020;1866(10):165878. doi.org/10.1016/j.bbadis.2020.165878
Alimohamadi Y, Sepandi M, Taghdir M, Hosamirudsari H. Determine the most common clinical symptoms in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Prev Med Hyg 2020;61(3):E304–12. doi.org/10.18502/ijph.v49i7.3574
Anderson RM, Heesterbeek H, Klinkenberg D, Hollingsworth TD. How will country-based mitigation measures influence the course of the COVID-19 epidemic. Lancet 2020; 395(10228):931–4. doi.org/10.1016/S0140-6736(20)30567-5
Guo YR, Cao QD, Hong ZS, Tan YY, Chen SD, Jin HJ, et al. The origin, transmission, and clinical therapies on coronavirus disease 2019 (COVID-19) outbreak an update on the status. Mil Med Res 2020;7(1):11. doi.org/10.1186/s40779-020-00240-0
Alimohamadi Y, Taghdir M, Sepandi M. Estimate of the basic reproduction Number for COVID-19: A Systematic Review and Meta-analysis. J Prev Med Pub Health 020; 53(3):151–7. doi.org/10.3961/jpmph.20.076
Sawicki SG, Sawicki DL, Siddell SG. A Contemporary view of Coronavirus transcription. J Virol 2007;81(1):20–9. doi.org/10.1128/JVI.01358-06
Harvey WT, Carabelli AM, Jackson B, Gupta RK, Thomson EC, Harrison EM, et al. SARS-CoV-2 variants, spike mutations and immune escape. Nat Rev Microbiol 2021;19(7):409–24. doi.org/10.1038/s41579-021-00573-0
Centers for Diseases Control and Prevention. SARS-CoV-2 Variant classifications and definitions [Internet]. [cited Jan 6, 2020]. Available from: https://www.cdc.gov/coronavirus/2019-ncov/variants/variant-classifications.html
Department of Disease Control,Ministry of Public Health, Thailand. Guidelines for Surveillance and Investigation of Coronavirus Disease 2019 (COVID-19) [Internet]. [cited Jan 22, 2022]. Available from: https://ddc.moph.go.th/viralpneumonia/eng/file/guidelines/g_GSI_22Dec21.pdf
Chung YS, Lee NJ, Woo SH, Kim JM, Kim HM, Jo HJ, et al. Validation of real-time RT-PCR for detection of SARS-CoV-2 in the early stages of the COVID-19 outbreak in the Republic Korea Sci Rep 2021;11(1):14817. doi.org/10.1038/s41598-021-94196-3
van Kasteren PB, van der Veer B, van den Brink S, Wijsman L, de Jonge J, van den Brandt A, et al. Comparison of seven commercial RT-PCR diagnostic kits for COVID-19. J Clin Virol 2020;128:104412. doi.org/10.1016/j.jcv.2020.104412
Banko A, Petrovic G, Miljanovic D, Loncar A, Vukcevic M, Despot D, et al. Comparison and sensitivity evaluation of three different commercial real-time quantitative PCR Kits for SARS-CoV-2 Detection. Viruses 2021;13(7):1321. doi.org/10.3390/v13071321
Freire-Paspuel B, Garcia-Bereguiain MA. Clinical performance and analytical sensitivity of three SARS-CoV-2 nucleic acid diagnostic tests. Am J Trop Med Hyg 2021;104(4):1516–8. doi.org/10.4269/ajtmh.20-1484
Grewal S, Syed Gurcoo M, Sudhan Sharma S. Comparative analysis of specificity and sensitivity between Cobas 6800 system and SARS-CoV-2 rRT-PCR to detect COVID-19 infection in clinical samples. Arch Microbiol 2022;204(8):502. doi.org/10.1007/s00203-022-03118-y
Benoit P, Labbé A, Lalancette L, Gagnon S, Bonneau E, Lavallée C, et al. Comparison of SARS‐CoV‐2 detection with the Cobas 6800/8800 system on gargle samples using two sample processing methods with combined oropharyngeal/nasopharyngeal swab. J Med Virol 2021;93(12):6837–40. doi.org/10.1002/jmv.27245
Wirden M, Feghoul L, Bertine M, Nere ML, Le Hingrat Q, Abdi B, et al. Multicenter comparison of the Cobas 6800 system with the RealStar RT-PCR kit for the detection of SARS-CoV-2. J Clin Virol 2020;130:104573. doi.org/10.1016/j.jcv.2020.104573
Rabaan AA, Tirupathi R, Sule AA, Aldali J, Mutair AA, Alhumaid S, et al. Viral dynamics, and real-time RT-PCR Ct values correlation with disease severity in COVID-19. Diagnostics 2021;11(6):1091. doi.org/10.3390/diagnostics11061091
Feikin DR, Alraddadi B, Qutub M, Shabouni O, Curns A, Oboho IK, et al. Association of higher MERS-CoV Virus load with severe disease and death, Saudi Arabia, 2014. Emerg Infect Dis 2015;21(11):2029-35. doi.org/10.3201/eid2111.150764
Yang Y, Yang M, Yuan J, Wang F, Wang Z, Li J, et al. Laboratory diagnosis and monitoring the viral shedding of SARS-CoV-2 infection. The Innovation 2020;1(3):100061. doi.org/10.1016/j.xinn.2020.100061
Nakatsu Y, Seno Y, Kushiyama A, Sakoda H, Fujishiro M, Katasako A, et al. The xanthine oxidase inhibitor febuxostat suppresses development of nonalcoholic steatohepatitis in a rodent model. Am J Physiol-Gastrointest Liver Physiol 2015;309(1):G42–51. doi.org/10.1152/ajpgi.00443.2014
Vandenberg O, Martiny D, Rochas O, van Belkum A, Kozlakidis Z. Considerations for diagnostic COVID-19 tests. Nat Rev Microbiol 2021;19(3):171–83. doi.org/10.1038/s41579-020-00461-z
Kostakoglu U, Kant A, Atalar S, Ertunç B, Erensoy s, Dalmanoglu E, et al. Diagnostic value of chest CT and initial real-time RT-PCR in COVID-19 infection. Pak J Med Sci 2021;37(1):-234-8. doi.org/10.12669/pjms.37.1.2956
Böhmer MM, Buchholz U, Corman VM, Hoch M, Katz K, Marosevic DV, et al. Investigation of a COVID-19 outbreak in Germany resulting from a single travel-associated primary case: a case series. Lancet Infect Dis 2020;20(8):920–8. doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30314-5
Liu Y, Yan LM, Wan L, Xiang TX, Le A, Liu JM, et al. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect Dis 2020;20(6):656–7. doi.org/10.1016/S1473-3099(20)30232-2
Shi F, Wu T, Zhu X, Ge Y, Zeng X, Chi Y, et al. Association of viral load with serum biomakers among COVID-19 cases. Virology 2020;546:122–6. doi.org/10.1016/j.virol.2020.04.011
Zacharioudakis IM, Zervou FN, Prasad PJ, Shao Y, Basu A, Inglima K, et al. Association of SARS-CoV-2 genomic load trends with clinical status in COVID-19: A retrospective analysis from an academic hospital center in New York City. PloS One 2020;15(11): e0242399. doi.org/10.1371/journal.pone.0242399
ดาวน์โหลด
เผยแพร่แล้ว
รูปแบบการอ้างอิง
ฉบับ
ประเภทบทความ
สัญญาอนุญาต
ลิขสิทธิ์ (c) 2023 ศรีนครินทร์เวชสาร
อนุญาตภายใต้เงื่อนไข Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
