การผันแปรของฤดูกาลต่อความชุกของการติดเชื้อตัวอ่อนระยะเซอร์คาเรียของพยาธิใบไม้ในหอยน้ำจืด Bithynia siamensis goniomphalos ในนาปรัง จังหวัดขอนแก่น ประเทศไทย
คำสำคัญ:
ความชุกของการติดเชื้อตัวอ่อนระยะเซอร์คาเรีย; หอย Bithynia siamensis goniomphalos; นาปรังบทคัดย่อ
หลักการและวัตถุประสงค์: การติดเชื้อพยาธิใบไม้เป็นปัญหาที่สำคัญทางระบบสาธารณสุขของประเทศไทย วัตถุประสงค์ของการศึกษานี้เพื่อศึกษาอัตราความชุกของการติดเชื้อตัวอ่อนระยะเซอร์คาเรียของพยาธิ- ใบไม้ในหอย Bithynia siamensis goniomphalos และวิเคราะห์ความสัมพันธ์ ระหว่างการติดเชื้อและ ปัจจัยต่าง ๆ
วิธีการศึกษา: การศึกษาความชุกของการติดเชื้อตัวอ่อนระยะเซอร์คาเรียของหอย B. siamensis goniomphalos สุ่มเก็บตัวอย่างในนาปรัง 2 แหล่งพื้นที่จังหวัดขอนแก่น (มกราคม 2557-กุมภาพันธ์ 2558)
ผลการศึกษา: พบหอยติดเชื้อพยาธิใบไม้ร้อยละ 2.82 (พบระยะเซอร์คาเรีย 14 กลุ่ม) กลุ่มที่มีความชุกของ การติดเชื้อมากที่สุดคือ Xiphidiocercariae ชนิด virgulate 2 ส่วนในนาปรังแหล่งที่ 2 พบหอยที่ติดเชื้อร้อยละ 2.67 (พบระยะเซอร์คาเรีย 11 กลุ่ม) หอยเพศเมียมีความชุกของการติดเชื้อกลุ่ม Ophthalmo- xiphidiocercariae และ Pleurolophocercous มากกว่าหอยเพศผู้ หอยขนาดใหญ่มีความชุกของการติดเชื้อ กลุ่ม Xiphidiocercariae (ชนิด virgulate 1 2 และ 3) Ophthalmoxiphidiocercariae และ Pleurolo-phocercous มากกว่าหอยขนาดกลาง พบความชุกของ การติดเชื้อ Xiphidiocercariae ชนิด virgulate 2 Ophthalmoxiphidiocercariae และ Pleurolophocercous มากกว่าหอยที่พบในฤดูร้อน ในฤดูหนาว พบความชุกของการติดเชื้อ Xiphidiocercariae ชนิด virgulate 2 Xiphidiocercariae ชนิด virgulate 3 Ophthalmoxiphidiocercariae และ Pleurolophocercous มากกว่า หอยที่พบในฤดูร้อน แต่ปัจจัยของ อุณหภูมิ ปริมาณน้ำฝน และความเค็มต่อความชุกของการติดเชื้อ พบว่า ไม่มีนัยสำคัญทางสถิติ
สรุป: หอย B. siamensis goniomphalos สามารถเป็นโฮสต์กลางพยาธิใบไม้ได้หลายชนิด หอยเพศเมีย และหอยขนาดใหญ่มีโอกาสการติดเชื้อพยาธิใบไม้สูงกว่าหอยเพศผู้และหอยขนาดกลาง
เอกสารอ้างอิง
2. Wykoff DE, Harinasuta C, Juttijudata P, Winn MM. Opisthorchis viverrini in Thailand--the life cycle and comparison with O. felineus. J Parasitol 1965; 51: 207-14.
3. Nithiuthai S, Wiwanitkit V, Suwansaksri J, Chaengphukeaw P. A survey of trematode cercariae in Bithynia goniomphalos in northeast Thailand. Southeast Asian J Trop Med Public Health 2002; 33: 106-9. [Cited May 4, 2019]. Available from: https://www.tm.mahidol.ac.th/seameo/2002-33-suppl-3/024-106.pdf
4. Sri-Aroon P, Butraporn P, Limsomboon J, Kerdpuech Y, Kaewpoolsri M, Kiatsiri S. Freshwater mollusks of medical importance in Kalasin Province, northeast Thailand. Southeast Asian J Trop Med Public Health 2005; 36: 653-657. [Cited May 5, 2019]. Available from: https://www.tm.mahidol.ac.th/seameo/2005_36_3/19-3447.pdf
5. Tesana S, Thapsripair P, Suwannatrai A, Harauy S, Piratae S, Khampoosa P, et al. Parasite surveys and environmental management for prevention of parasitic infection in cultivated Barbonymus gonionotus (Cyprinidae) in fishponds, in an opisthorchiasis endemic area of northeast Thailand. Aquaculture 2014; 428-429: 54-60. [Cited May 5, 2019]. Available from: https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2014.02.031
6. Kiatsopit N, Sithithaworn P, Kopolrat K, Namsanor J, Andrews RH, Petney TN. Trematode diversity in the freshwater snail Bithynia siamensis goniomphalos sensu lato from Thailand and Lao PDR. J Helminthol 2015; 90: 312-20. [Cited May 7, 2019]. Available from: https://doi.org/10.1017/S0022149X15000292
7. Namsanor J, Sithithaworn P, Kopolrat K, Kiatsopit N, Pitaksakulrat O, Tesana S, et al. Seasonal transmission of Opisthorchis viverrini sensu lato and a lecithodendriid trematode species in Bithynia siamensis goniomphalos snails in northeast Thailand. Am J Trop Med Hyg 2015; 93: 87-93. [Cited May 14, 2019]. Available from: http://dx.doi.org/10.4269/ajtmh.14-0639
8. Brandt R. The non-marine aquatic Mollusca of Thailand. Arch Mollusk 1974; 105: 1-423.
9. Chitramvong YP. The Bithyniidae (Gastropoda: Prosobanchia) of Thailand: comparative external morphology. Malacol Rev 1992; 25: 21-38.
10. Schell S. How to know the Trematode. Iowa: Wm C Brown 1970.
11. Yamaguti S. A synoptical review of life histories of digenetic trematodes of vertebrates. Kyoto: Keikaku Publishing 1975: 590.
12. Ditrich O, Scholz T, Aguirre-Macedo M, Vargas-Vázquez J. Larval stages of trematodes from freshwater molluscs of the Yucatan Peninsula, Mexico. Folia Parasit 1997; 44: 109-27.
13. Brooks D, O’Grady R, Glen D, Phylogenetic analysis of the Digenea (Platyhelminthes: Cercomeria) with comments on their adaptive radiation. Can J Zool 1985; 63: 411-43.
14. Prasopdee S, Kulsantiwong J, Piratae S, Khampoosa P, Thammasiri C, Suwannatrai A, et al. Temperature dependence of Opisthorchis viverrini infection in first intermediate host snail, Bithynia siamensis goniomphalos. Acta Trop 2015; 141: 112-7. [Cited May 14, 2019]. Available from: http://dx.doi.org/ 10.1016/j.actatropica.2013.10.011
15. Brockelman WY, Upatham ES, Viyanant V, Ardsungnoen S, Chantanawat R. Field studies on
the transmission of the human liver fluke, Opisthorchis viverrini, in northeast Thailand: population changes of the snail intermediate host. Int J Parasitol 1986; 16: 545-52.
16. Kiatsopit N, Sithithaworn P, Saijuntha W, Boonmars T, Tesana S, Sithithaworn J, et al. Exceptionally high prevalence of infection of Bithynia siamensis goniomphalos with Opisthorchis viverrini cercariae in different wetlands in Thailand and Lao PDR. Am J Trop Med Hyg 2012; 86(3): 464-9. [Cited May 20, 2019]. Available from: http://dx.doi.org/10.4269/ajtmh.2012.11-0217
17. Chanawong A, Waikagul J. Laboratory studies on host-parasite relationship of Bithynia snails and
the liver fluke, Opisthorchis viverrini. Southeast Asian J Trop Med Public Health 1991; 22: 235-9.
