การวิเคราะห์ลำาดับนิวคลีโอไทด์บริเวณ ITS2 และการผลิตชิ้นส่วนปลอดเชื้อของทองกวาวเหลือง
คำสำคัญ:
ทองกวาวเหลือง, การเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อ, สารชีวฆาต, พืชท้องถิ่น, ดีเอ็นเอบาร์โค้ดบทคัดย่อ
ทองกวาวเหลือง(Butea monosperma(Lam.)Kuntzevar.lutea(Witt.)Maheswatiเป็นไม้ประดับและสมุนไพรหายาก มีการใช้ในการรักษาตกขาว โรคผิวหนัง และต้านอาการท้องร่วง เป็นต้น จึงนำามาศึกษาการจำาแนกสายพันธุ์โดยการสร้างดีเอ็นเอบาร์โค้ดด้วยไพรเมอร์บริเวณ matK ITS2 และ rbcL พบว่า มีเพียง ITS2 ที่สามารถเพิ่มปริมาณได้ (66.67%) เมื่อนำลำดับนิวคลีโอไทด์มาเปรียบเทียบในฐานข้อมูล พบว่ามีความเหมือนกับ B. monosperma AC: KJ436383.1 ถึง 99% และลำดับนิวคลีโอไทด์ของทองกวาวเหลืองและทองกวาวแสดที่เพิ่มปริมาณได้ไม่มีความแตกต่างกัน จึงควรมีการพัฒนาไพร์เมอร์และเทคนิคอื่นๆ ที่จะช่วยในการจำาแนกความแตกต่างทางพันธุกรรมของทองกวาวต่อไป ทั้งนี้ข้อมูลลำาดับนิวคลีโอไทด์บริเวณITS2 ที่ได้ ถูกบรรจุในฐานข้อมูล NCBI แล้ว (AC: MK651821, MK651822, MK651823, และ MK651824) และด้วยทองกวาวเหลืองเสี่ยงต่อการสูญพันธุ์ การเพาะเลี้ยงเนื้อเยื่อเป็นวิธีการรักษาพันธุ์พืชหายากที่มีประสิทธิภาพ แต่ผิวของทองกวาวเหลืองมีขนปลกคลุมหนาแน่น ทำาให้ยากต่อการฟอกฆ่าเชื้อที่ผิว งานวิจัยนี้จึงศึกษาวิธีลดการปนเปื้อนของชิ้นส่วนตาข้างโดยการใช้สารต่างๆ ช่วยลดการปนเปื้อนในช่วงการเพาะเลี้ยง ผลการทดลองพบว่า การเติม Plant Preservative Mixture(PPM) ความเข้มข้น 400 µl/l ในอาหารเหลวสูตร MS (Murashige and Skoog) ทำาให้ชิ้นส่วนมีการปนเปื้อนน้อยที่สุด(30.0%) และการรอดชีวิต (72.4%) สำาหรับการใช้ PPM ร่วมกับ BA ความเข้มข้น 2 หรือ 4 mg/l เพื่อกระตุ้นการพัฒนาของตาข้างพบว่าเนื้อเยื่อมีการรอดชีวิตต่ำากว่าชุดควบคุม (25.0-58.3%) และการเติมสารลดการปนเปื้อนของเชื้อจุลินทรีย์ ในอาหารเหลวสูตร WPM (Woody Plant Media) พบว่า การเติม PPM ความเข้มข้น 400 µl/l ร่วมกับ streptomycin ความเข้มข้น 250 mg/lหรือ carbendazim ความเข้มข้น 250 mg/l ทำาให้มีการปนเปื้อนน้อยที่สุด (22.2%) โดยที่การเติม PPM ความเข้มข้น 400 µl/lร่วมกับ streptomycin ความเข้มข้น 250 mg/l พบว่ามีการรอดชีวิตสูงสุด (90.8%)
เอกสารอ้างอิง
Bhadane, B. S., & Patil, R. H. (2016). Data on the cost effective surface sterilization method for C. carandas (L.) seeds and callus induction from aseptic seedling. Data in brief, 7, 1551.
Cowan, R. S., & Fay, M. F. (2012). Challenges in the DNA barcoding of plant material. In Plant DNA Fingerprinting and Barcoding (pp. 23-33): Springer.
Doyle J.J. & J.L. Doyle. (1987). A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochemical bulletin, 19, 11–15.
Fazekas, A. J., Kuzmina, M. L., Newmaster, S. G., & Hollingsworth, P. M. (2012). DNA barcoding methods for land plants. In Methods in Molecular Biology, 858, 223-252.
Gunakkunru, A., Padmanaban, K., Thirumal, P., Pritila, J., Parimala, G., Vengatesan, N., Pillai, K. K. (2005). Anti-diarrhoeal activity of Butea monosperma in experimental animals. Journal of Ethnopharmacology,98(3), 241-244.
Han, Y.-W., Duan, D., Ma, X.-F., Jia, Y., Liu, Z.-L., Zhao, G.-F., & Li, Z.-H. (2016). Efficient identification of the forest tree species in Aceraceae using DNA barcodes. Frontiers in plant science, 7, 1707.
Kaewsri, W. (2014). Native plant genetic of Amnathcharoen Provice. Amnathcharoen: Pimdee Amnathcharoen Offset. (in Thai)
Kanjanawattanawong, S., Tangphatsornruang, S., Triwitayakorn, K., Ruang-areerate, P., Sangsrakru, D., Poopear, S., . . . Narangajavana, J. (2014). Characterization of rubber tree microRNA in phytohormone response using large genomic DNA libraries, promoter sequence and gene expression analysis. Molecular genetics and genomics, 289(5), 921-933.
Kumar, S., Stecher, G., & Tamura, K. (2016). MEGA7: molecular evolutionary genetics analysis version 7.0 for bigger datasets. Molecular biology and evolution, 33(7), 1870-1874.
Liu, Z.-F., Ci, X.-Q., Li, L., Li, H.-W., Conran, J. G., & Li, J. (2017). DNA barcoding evaluation and implicationsfor phylogenetic relationships in Lauraceae from China. Retrieved from https:// journals.plos.org/plosone/article?id=10.1371/journal.pone.0175788
Mahender, A., Mahesh, D. M., & Murthy, E. N. (2014). In vitro seed germination and development of Butea monosperma (Lam.) Taub Var. lutea (Willt.): a step for rehabilitation. International Journal of Multidisciplinary and Current Research, 2, 297-301.
Muhamad, S. N. S., Ling, A. P. K., & Wong, C. L. (2018). Effect of plant growth regulators on direct regeneration and callus induction from Sargassum polycystum C. Agardh. Journal of applied phycology, 30(6), 3299-3310.
Murashige, T., & Skoog, F. (1962). A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum, 15(3), 473-497.
Newmaster, S. G., Grguric, M., Shanmughanandhan, D., Ramalingam, S., & Ragupathy, S. (2013). DNA barcoding detects contamination and substitution in North American herbal products. BMC Medicine, 11(1).
Panchy, N., Lehti-Shiu, M., & Shiu, S.-H. (2016). Evolution of gene duplication in plants. Plant physiology,171(4), 2294-2316.
Parveen, I., Gafner, S., Techen, N., Murch, S. J., & Khan, I. A. (2016). DNA barcoding for the identification of botanicals in herbal medicine and dietary supplements: strengths and limitations. Planta Medica,82(14), 1225-1235.
Pearson, W. R. (2013). An introduction to sequence similarity (“homology”) searching. Current protocols in bioinformatics, 42(1), 311-318.
Plant Cell Technologies. (2019). PPM™—Plant Preservative Mixture Product Information. Retrieved from https://www.plantcelltechnology.com/ppm-product-information/
Rathnaprabha, D., Muralikrishna, N., Raghu, E., & Sadanandam, A. (2017). Micropropagation of White Palash tree (Butea monosperma (Lam.) Taub. var. lutea (Witt.)). Journal of Phytology, 9(1). doi:https://doi.org/10.19071/jp.2016.v8.3070.
Rawal, K., & Keharia, H. (2019). Prevention of Fungal Contamination in Plant Tissue Culture Using Cyclic Lipopeptides Secreted by Bacillus amyloliquefaciens AB30a. Plant Tissue Culture and Biotechnology,29(1), 111-119.
Silveira, S. S., Cordeiro-Silva, R., Degenhardt-Goldbach, J., & Quoirin, M. (2016). Micropropagation of Calophyllum brasiliense (Cambess.) from nodal segments. Brazilian Journal of Biology, 76(3), 656-663.
Stevens, M. E., & Pijut, P. M. (2018). Rapid in vitro shoot multiplication of the recalcitrant species Juglans nigra L. In Vitro Cellular & Developmental Biology-Plant, 54(3), 309-317.
Thorat, A. S., Sonone, N. A., Choudhari, V. V., Devarumath, R. M., & Babu, K. H. (2017). Plant regeneration from cell suspension culture in Saccharum officinarum L. and ascertaining of genetic fidelity through RAPD and ISSR markers. 3 Biotech, 7(1), 16.
Yarra, R., Bulle, M., Mushke, R., & Murthy, E. N. (2016). In vitro conservation and genetic homogeneity assessment of Butea monosperma (Lam.) Taub. Var. lutea (Witt.) Maheshwari—A potential pharmaceutical legume tree. Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 3(4), 195-199.
