Shoot and Root Induction of Peltophorum pterocarpum (DC.) Back. ex Heyne in In Vitro Culture
Article Sidebar
Main Article Content
Abstract
Peltophorum pterocarpum (DC.) Back. ex Heyne is a valuable tree, which has been planted for a long time due to the multi-purpose nature of its use. In in vitro culture, the use of axillary buds derived from a high-quality seed stand, was the most efficient way to select a good tree. The surface disinfectant Clorox at a concentration of 20%, applied for 20 min, resulted in the best sterilization percentage, even though it caused surface wilting on the explant. Nevertheless, it was able to recover after a culture of 14-28 days. A shoot induction formula comprising of an MS medium combined with two types of cytokinins, Kn and BAP, gave excellent results compared to a combination of with cytokinins (Kn or BAP) and auxin (NAA). Moreover, the MS medium mixed with a single plant growth regulator, cytokinin or auxin, was unsuitable to use for shoot induction formula. The highest shoot proliferation average obtained was 3.2±0.04 shoots per explant under an MS media mixed with 0.1 ppm Kn and 0.5 ppm BAP. Furthermore, these formulas caused unwanted callus, which resulted in a low explants response and death. These symptoms could be found in every shoot induction formula but they were far fewer in number. Similar average shoot lengths were obtained through all the formulas. A root initiation with 2.0 ppm IBA resulted in an average number of root induction of 2.0±0.01 roots per explants, which showed a low response and inappropriate results. However, it showed a robust and vigorous root characteristic, sufficient for acclimatization and growth.
Article Details
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
ข้าพเจ้าและผู้เขียนร่วม (ถ้ามี) ขอรับรองว่า ต้นฉบับที่เสนอมานี้ยังไม่เคยได้รับการตีพิมพ์และไม่ได้อยู่ในระหว่างกระบวนการพิจารณาตีพิมพ์ลงในวารสารหรือสิ่งตีพิมพ์อื่นใด ข้าพเจ้าและผู้เขียนร่วม (ถ้ามี) ยอมรับหลักเกณฑ์และเงื่อนไขการพิจารณาต้นฉบับ ทั้งยินยอมให้กองบรรณาธิการมีสิทธิ์พิจารณาและตรวจแก้ต้นฉบับได้ตามที่เห็นสมควร พร้อมนี้ขอมอบลิขสิทธิ์ผลงานที่ได้รับการตีพิมพ์ให้แก่วารสารวนศาสตร์ คณะวนศาสตร์ มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์ กรณีมีการฟ้องร้องเรื่องการละเมิดลิขสิทธิ์เกี่ยวกับภาพ กราฟ ข้อความส่วนใดส่วนหนึ่ง หรือ ข้อคิดเห็นที่ปรากฏในผลงาน ให้เป็นความรับผิดชอบของข้าพเจ้าและผู้เขียนร่วม (ถ้ามี) แต่เพียงฝ่ายเดียว และหากข้าพเจ้าและผู้เขียนร่วม (ถ้ามี) ประสงค์ถอนบทความในระหว่างกระบวนการพิจารณาของทางวารสาร ข้าพเจ้าและผู้เขียนร่วม (ถ้ามี) ยินดีรับผิดชอบค่าใช้จ่ายทั้งหมดที่เกิดขึ้นในกระบวนการพิจารณาบทความนั้น”
References
Bakshi, M., A. Chauhan and A. Vichitra. 2018. Tissue culture (Micropropagation) of Dalbergia sissoo Roxb. as affected by genotypic configuration. Indian Forester 144(9): 852-856.
Bank for Agriculture and Agricultural Cooperatives and Kasetsart University. 2019. The Course Document of Valuable Tree Assessor’s Training-Workshop. Kasetsart University Press, Bangkok. (in Thai)
Bonga, J.M. and D.J. Durzan. 1982. Tissue Culture in Forestry. Martinus Nijhoff Publishers, Boston.
Chotpiwat, U. and S. Siripatanadilok. 2014. Effect of agar concentration and media texture on development in in vitro culture of Eucalyptus camaldulensis Dehnh. x E. urophylla F. Muell., pp. 137-145. In The Proceedings of the 52nd Kasetsart University Annual Conference. Agricultural Sciences: Leading Thailand to World Class Standards. 4-7 February 2014. Kasetsart University, Bangkok. (in Thai)
Husain, M.K., M. Anis and A. Shahzad. 2008. In vitro propagation of a multipurpose leguminous tree (Pterocarpus marsupium Roxb.) using nodal explants. Acta Physiologiae Plantarum 30(3): 353-359.
Ikeuchi, M., K. Sugimoto and A. Iwase. 2013. Plant callus: mechanisms of induction and repression. The Plant Cell 25(9): 3159-3173.
Jha, R., P.T. Ramani, D. Patel, S. Desai and D. Meshram. 2016. Phytochemical analysis and in vitro urolithiatic activity of Peltophorum pterocarpum leaves (DC) Baker. Journal of Medicinal Plants Studies 4(3): 18-22.
Murashige, T. and F. Skoog. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiologia Plantarum 15: 473-479.
Raj, M.K., C. Balachandran, V. Duraipandiyan, P. Agastian, S. Ignacimuthu and A. Vijayakumar. 2013. Isolation of terrestribisamide from Peltophorum pterocarpum (DC.) Baker ex. K. Heyne and its antimicrobial, antioxidant, and cytotoxic activities. Medicinal Chemistry Research 22(8): 3823-3830.
Sahu, J., S. Khan, R.K. Sahu and A. Roy. 2014. Micropropagation of Dalbergia sissoo Roxb. through tissue culture technique. Pakistan Journal of Biological Sciences 17(4): 597-600.
Shafiq, M. and M.Z. Iqbal. 2007. Germination and seedling behaviours of seeds of Peltophorum pterocarpum D.C.Baker Ex K.Heyne growing under motor vehicle emission. Turkish Journal of Botany 31(6): 565-570.
Siriwachaphan, Y., M. Phothong and M. Chuea-arun. 2011. Tonmai Thrang Pluk (ต้นไม้ทรงปลูก). 2nd ed. Pandigital System, Nonthaburi. (in Thai)
Smith, R.H. 2013. Plant Tissue Culture: Techniques and Experiments. 3rd ed. Academic Press, California.
Stobbe, H., U. Schmitt, D. Eckstein and D. Dujesiefken. 2002. Developmental stages and fine structure of surface callus formed after debarking of living lime trees (Tilia sp.). Annals of Botany 89(6): 773-782.
Uddin, M.S., K. Nasirujjaman, S. Zaman and M.A. Reza. 2005. Regeneration of multiple shoots from different explants viz. shoot tip, nodal segment and cotyledonary node of in vitro grown seedlings of Peltophorum pterocarpum (DC.) Backer ex K. Heyne. Biotechnology 4(1): 35-38.
Vadlapudi, V. 2010. In vitro antimicrobial activity of methanolic extract of selected Indian medicinal plants. Pharmacophore 1(3): 214-219.
Wannarat, W., P. Wongwean, S. Supansomporn, W. Kitprechawanich and Y. Pankaew. 2015. Micro-propagation of Dalbergia cochinchinensis, pp. 81-84. In Proceedings of 2nd International Symposium on Agricultural Technology: Global Agriculture Trends for Sustainability. 1-3 July 2015. A-One The Royal Cruise Hotel, Pattaya.