ผลของความเข้มข้นของฟอสโฟลิพิดต่อสมบัติเคมีกายภาพและความคงตัวของน้ำมันปลาในไลโพโซม
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
การศึกษานี้มีวัตถุประสงค์เพื่อศึกษาอิทธิพลของความเข้มข้นของฟอสโฟลิพิดต่อสมบัติทางกายภาพและเคมีของไลโพโซมที่กักเก็บน้ำมันปลาจากส่วนท้องปลาแซลมอน (Oncorhynchus mykiss) โดยไลโพโซมเตรียมได้จากฟอสโฟลิพิดที่มีความเข้มข้นแตกต่างกัน 3 ระดับ (ร้อยละ 2, 3 และ 4 น้ำหนักโดยปริมาตร) และลดขนาดอนุภาคด้วยวิธีโซนิเคชัน ไลโพโซมที่เตรียมได้นำไปวิเคราะห์สมบัติทางกายภาพและเคมี ได้แก่ ขนาดอนุภาค ลักษณะโครงสร้างด้วยกล้องคอนโฟคอลเลเซอร์ ค่าสี ชนิด และปริมาณของกรดไขมัน รวมทั้งการเปลี่ยนแปลงของค่าเพอร์ออกไซด์ (PV) ค่า thiobarbituric acid reactive substance (TBAR) ระหว่างการเก็บรักษาเป็นระยะเวลา 4 สัปดาห์ที่อุณหภูมิ 4 ºC ผลการทดลองพบว่าไลโพโซมที่เตรียมได้จากทุกระดับความเข้มข้นของฟอสโฟลิพิดมีขนาดอนุภาค โครงสร้าง ค่าสีรวมทั้งค่า PV และค่า TBAR ไม่แตกต่างกันอย่างมีนัยสำคัญ (P > 0.05) เมื่อพิจารณาการเปลี่ยนแปลงของชนิดและปริมาณของกรดไขมันภายหลังการเตรียมไลโพโซมน้ำมันปลา พบว่าไม่มีการเปลี่ยนแปลงของชนิดกรดไขมันและมีปริมาณกรดไขมันไม่อิ่มตัวเชิงเดี่ยว > กรดไขมันไม่อิ่มตัวเชิงซ้อน > กรดไขมันอิ่มตัว โดยมีสัดส่วนของกรดไขมันโอเมก้า 6 ต่อกรดไขมันโอเมก้า 3 เท่ากับ 1.13-1.90 : 1 ซึ่งอยู่ในช่วงที่มีการแนะนำให้บริโภค ดังนั้นการใช้ฟอสโฟลิพิดที่ระดับความเข้มข้นต่ำสุด (ร้อยละ 2 น้ำหนักโดยปริมาตร) จึงเป็นระดับความเข้มข้นที่เหมาะสมในการคงสมบัติทางกายภาพเคมีของไลโพโซมน้ำมันปลา การศึกษานี้สามารถใช้เป็นแนวทางในการประยุกต์ใช้น้ำมันปลารูปแบบไลโพโซมสำหรับอุตสาหกรรมอาหารต่อไป
คำสำคัญ : ไลโพโซม; น้ำมันปลา; ปลาแซลมอน; ฟอสโฟลิพิด; ออกซิเดชัน
Article Details
เอกสารอ้างอิง
[2] Klaypradit, W., Worawattanamateekul, W., Taksima, T. and Intharapongnuwat, W., 2014, Characterization of refined oils from atlantic salmon belly as affected by degumming, Kasetsart Univ. Fish. Res. Bull. TH 38: 1-14.
[3] Akoh, C.C. and Min, D.B., 2008, Food Lipids: Chemistry, Nutrition, and Biotechnology, 3rd Ed., Taylor & Francis, 1028 p.
[4] García-Moreno, P.J., Guadix, A., Guadix, E.M. and Jacobsen, C., 2016, Physical and oxidative stability of fish oil-in-water emulsions stabilized with fish protein hydrolysates, Food Chem. 203: 124-135.
[5] Kumar, L.R.G., Chatterjee, N.S., Tejpal, C.S., Vishnu, K.V., Anas, K.K., Asha, K.K., Anandan, R. and Mathew, S., 2017, Evaluation of chitosan as a wall material for microencapsulation of squalene by spray drying: Characterization and oxidative stability studies, Int. J. Biol. Macromol. 104: 1986-1995.
[6] Wu, Q., Zhang, T., Xue, Y., Xue, C. and Wang, Y., 2017, Preparation of alginate core–shell beads with different m/g ratios to improve the stability of fish oil, LWT-Food Sci. Tech. 80: 304-310.
[7] New, R.R.C., 1990, Liposomes: A practical approach, IRL Press, UK, 301 p.
[8] American Oil Chemists’ Society, 2003, AOCS official method cd 8b-90, Reapproved 2003, Peroxide value, acetic acid, isooctane method, AOCS, Champaign, III., USA.
[9] Karnjanapratum, S. and Benjakul, S., 2015, Antioxidative gelatin hydrolysate from unicorn leatherjacket skin as affected by prior autolysis, Int. Aquat. Res. 7: 101-114.
[10] Association of Official Analytical Chemists, 2000, AOAC official method 991.39, Fatty acids in encapsulated fish oils and fish, AOAC, Gaithersburg, Maryland, USA.
[11] Intharapongnuwat, W., 2014, Characteriza-tion of Refined Oil from Atlantic Salmon Belly as Affected by Degumming and Enrichment of Refined Salmon Oil with Capric Acid by Enzymatic Acidolysis, Ph.D. Thesis, Kasetsart University, Bangkok, 171 p.
[12] Chan, Y.H., Chen, B.H., Chiu, C.P. and Lu, Y.F., 2004, The influence of phytosterols on the encapsulation efficiency of cholesterol liposomes, Int. J. Food Sci. Tech. 39: 985-995.
[13] Soema, P.C., Willems, G.J., Jiskoot, W., Amorij, J.P. and Kersten, G.F., 2015, Predicting the influence of liposomal lipid composition on liposome size, zeta potential and liposome-induced dendritic cell maturation using a design of experiments approach, Eur. J. Pharm. Biopharmaceut. 94: 427-435.
[14] Li, J., Wang, X., Zhang, T., Wang, C., Huang, Z., Luo, X. and Deng, Y., 2015, A review on phospholipids and their main applications in drug delivery systems, Asian J. Pharm. Sci. 10: 81-98.
[15] O’Dwyer, S.P., O’Beirne, D., Ní Eidhin, D., Hannon, J.A. and O’Kennedy, B.T., 2013, Oxidative stability of tuna fat spreads (o/w/o emulsions) using conventional lipid oxidation methods, spme-gc/ms and sensory analysis, Eur. Food Res. Technol. 237: 385-398.
[16] Weiss, J. and McClements, D.J., 2001, Color changes in hydrocarbon oil-in-water emulsions caused by ostwald ripening, J. Agric. Food Chem. 49: 4372-4377.
[17] Toniazzo, T., Berbel, I.F., Cho, S., Fávaro-Trindade, C.S., Moraes, I.C.F. and Pinho, S.C., 2014, ß-carotene-loaded liposome dispersions stabilized with xanthan and guar gums: Physico-chemical stability and feasibility of application in yogurt, LWT-Food Sci. Tech. 59: 1265-1273.
[18] Annamalai, J., Dushyant, C.K. and Gudipati, V., 2015, Oxidative stability of microencapsulated fish oil during refrigerated storage, J. Food Proc. Preserv. 39: 1944-1955.
[19] Sebaaly, C., Jraij, A., Fessi, H., Charcosset, C. and Greige-Gerges, H., 2015, Preparation and characterization of clove essential oil-loaded liposomes, Food Chem. 178: 52-62.
[20] Cui, L. and Decker, E.A., 2016, Phospho-lipids in foods: Prooxidants or antioxidants?, J. Sci. Food Agric. 96: 18-31.
[21] Simopoulos, A.P., 2002, The importance of the ratio of omega-6/omega-3 essential fatty acids, Biomed Pharmacother 56: 365-379.
[22] Mutalik, S., Salian, S.R., Avadhani, K., Menon, J., Joshi, H., Hegde, A.R., Kumar, P., Kalthur, G. and Adiga, S.K., 2014, Liposome encapsulated soy lecithin and cholesterol can efficiently replace chicken egg yolk in human semen cryopreservation medium, Syst. Biol. Reprod. Med. 60: 183-188.
[23] Rumin, J., Bonnefond, H., Saint-Jean, B., Rouxel, C., Sciandra, A., Bernard, O., Cadoret, J.P. and Bougaran, G., 2015, The use of fluorescent nile red and bodipy for lipid measurement in microalgae, Biotechnol. Biofuels 8: 42.
[24] Liu, Z.H., Yip, P.K., Adams, L., Davies, M., Lee, J.W., Michael, G.J., Priestley, J.V. and Michael-Titus, A.T., 2015, A single bolus of docosahexaenoic acid promotes neuroplastic changes in the innervation of spinal cord interneurons and motor neurons and improves functional recovery after spinal cord injury, J. Neurosci. 35: 12733-12752.
