องค์ประกอบและปริมาณแคโรทีนอยด์ในโรติเฟอร์ (Brachionus rotundiformis) ที่เพิ่มคุณค่าทางโภชนาการด้วยสาหร่ายทะเลขนาดเล็กที่แตกต่างกัน 3 ชนิด (Tetraselmis gracilis, Isochrysis galbana และ Nannochloropsis oculata)
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
ในปัจจุบันการเพาะเลี้ยงโรติเฟอร์ (Brachionus rotundiformis) สามารถเพาะเลี้ยงปริมาณมากได้ในระยะเวลาสั้น โรติเฟอร์เป็นอาหารมีชีวิตที่สำคัญต่อการเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำวัยอ่อน เนื่องจากเป็นตัวนำพาสารอาหารที่สำคัญต่อสัตว์น้ำโดยเฉพาะแคโรทีนอยด์ แคโรทีนอยด์เป็นสารอาหารที่มีผลต่อการเจริญเติบโต การสร้างภูมิคุ้มกันและเป็นสารตั้งต้นในการสร้างวิตามินเอ โรติเฟอร์เหมือนสิ่งมีชีวิตทั่วไปที่ไม่สามารถสร้างสารแคโรทีนอยด์ด้วยตนเองได้จะได้จากการกินอาหารเข้าไปเท่านั้น สาหร่ายทะเลขนาดเล็กจึงเป็นอาหารที่สำคัญของโรติเฟอร์อีกทั้งยังเป็นสิ่งมีชีวิตที่สามารถสร้างสารแคโรทีนอดย์ได้ด้วยตนเอง ดังนั้นในงานวิจัยครั้งนี้จึงมีวัตถุประสงค์เพื่อศึกษาปริมาณแคโรทีนอยด์รวม ชนิด และปริมาณของแคโรทีนอยด์ที่สำคัญ (lutein, astaxanthin, zeaxanthin, canthaxanthin และ beta-carotene) ในโรติเฟอร์ (B. rotundiformis) ที่เสริมคุณค่าทางอาหารด้วยสาหร่ายทะเลขนาดเล็ก 3 ชนิด (Tetraselmis gracilis, Isocrysis galbana และ Nannochloropsis oculata) วางแผนการทดลองแบบสุ่มสมบูรณ์ (CRD, completely randomized design) 4 ชุดการทดลอง มีจำนวน 3 ซ้ำต่อชุดทดลอง คือ โรติเฟอร์เสริมด้วย T. gracilis ที่ความหนาแน่นเซลล์ 5 X 105 เซลล์/มิลลิลิตร (T1) โรติเฟอร์เสริมด้วย I. galbana ที่ความหนาแน่นเซลล์ 8 X 105 เซลล์/มิลลิลิตร (T2) โรติเฟอร์เสริมด้วย N. oculata ที่ความหนาแน่นเซลล์ 10 X 105 เซลล์/มิลลิลิตร (T3) และโรติเฟอร์ที่ไม่มีการเสริมสาหร่ายขนาดเล็ก± (T4, control) ทุกชุดทดลองใช้โรติเฟอร์ที่ความหนาแน่น 50 ตัว/มิลลิลิตร เสริมคุณค่าทางอาหารเป็นเวลา 12 ชั่วโมง จากการศึกษาพบว่ามีปริมาณของแคโรทีนอยด์รวมสูงในโรติเฟอร์ที่เสริมด้วย T. gracilis 18.46 ± 4.46 µg/g wet weight (P<0.05) ทำการวิเคราะห์แยก ชนิด และปริมาณ ของแคโรทีนอยด์ด้วยเครื่อง HPLC (High Performance Liquid Chromatography) พบว่ามี astaxanthin และ zeaxanthin สูงในโรติเฟอร์ที่เสริมด้วย I. galbana 0.06±0.02 และ 0.42±0.10 µg/g wet weight (P<0.05) lutein, canthaxanthin และ beta-carotene พบสูงในโรติเฟอร์ที่เสริมด้วย T. gracilis 1.14 0.21, 0.60±0.03 และ 0.40±0.08 µg/g wet weight ตามลำดับ (P<0.05) จากการวิจัยสรุปผลได้ว่า โรติเฟอร์ที่เสริมด้วย T. gracilis มีปริมาณแคโรทีนอยด์รวม lutein, canthaxanthin และ beta-carotene สูงกว่าชุดทดลองอื่น เหมาะสมต่อการนำไปใช้ประโยชน์ทางด้านการเพาะเลี้ยงสัตว์ผลการศึกษาครั้งนี้ชี้ให้เห็นถึงแนวทางเลือกในการประยุกต์ใช้โรติเฟอร์ที่ได้รับการเสริมคุณค่าทางโภชนาการสำหรับการเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ โดยมีศักยภาพในการส่งเสริมประสิทธิภาพการเจริญเติบโตและเพิ่มอัตราการรอดชีวิตของสัตว์น้ำในระยะวัยอ่อนภายใต้ระบบการเพาะเลี้ยงแบบบ่อปิดและแหล่งน้ำสำหรับการเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ แนวทางดังกล่าวจึงอาจนำไปประยุกต์ใช้เพื่อเพิ่มประสิทธิภาพการจัดการอาหารในระบบการเพาะเลี้ยง และมีแนวโน้มที่จะก่อให้เกิดประโยชน์ต่อเกษตรกรผู้เพาะเลี้ยงสัตว์น้ำ ตลอดจนโรงเพาะฟักสัตว์น้ำในระดับเชิงพาณิชย์
Article Details
อนุญาตภายใต้เงื่อนไข Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
เอกสารอ้างอิง
ลัดดา วงศ์รัตน์. 2543. คู่มือการเลี้ยงแพลงก์ตอน. ภาควิชาประมง คณะประมง มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์. สำนักพิมพ์มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์. กรุงเทพฯ.
วิภูษิต มัณฑะวิจิตร. 2548. ระเบียบวิธีการวิจัยทางวาริชศาสตร์. ภาควิชาวาริชศาสตร์ คณะวิทยาศาสตร์ มหาวิทยาลัยบูรพา.
อมรรัตน์ กนกรุ่ง, รวิวรรณ วัฒนดิลก, ศิริวรรณ ชูศรี และทิฆัมพร นามกร. 2560. ผลของไนโตรเจนและฟอสฟอรัสต่อการเจริญเติบโตของสาหร่ายขนาดเล็ก 4 ชนิด Tetraselmis gracilis, Dunaliella salina, Nannochloropsis oculata และ Isochrysis galbana. แก่นเกษตร: 852–858.
อมรรัตน์ กนกรุ่ง, เอกพจน์ ศรีฟ้า และวรางคณา สินทรัพย์. 2562. ผลของการเพาะเลี้ยงสาหร่ายขนาดเล็ก Tetraselmis gracilis ในสภาวะความเค็มแตกต่างกันต่อปริมาณแคดรทีนอยด์รวมในโรติเฟอร์. แก่นเกษตร. 47: 1317–1324.
Abdel-Aal, E-S. M., H. Akhtar, Z. Zhalid, and R. Ali. 2013. Dietary sources of lutein and zeaxanthin carotenoids and their role in eye health. Nutrients. 5: 1169-1185.
Anderson, M., L. V. Nieuwerburgh, and P. Snoeijs. 2003. Pigment transfer from phytoplankton to zooplankton with emphasis on astaxanthin production in the Baltic Sea food web. Marine Ecology Progress Series. 254: 213 – 224.
Bergeijk, S. A. V., J. A. P. Salmerón, A. I. L. Pérez, J. Moreno, J. P. Canavate, and M. García-González. 2013. Lutein enrichment of the rotifer Brachionus sp. using freeze-dried Muriellopsis sp. cells. Aquaculture Research. 44: 1724–1730.
Britton, G., S. Liaaen-Jensen, and H. Pfander. 1995. The Carotenoid Series: Volume 1A, Isolation and Analysis.
Carcia-Chavarria, M, and M. Lara-Flores. 2013. The use of carotenoids in aquaculture. Research Journal of Fisheries and Hydrobiology. 8: 38-49.
Cabrera, T., J. H. Bae, S. C. Bai, and S. B. Hur. 2005. Effects of microalgae and salinity on the growth of three types of the rotifer Brachionus plicatilis. Journal of Fisheries Science and Technology. 8: 70-75.
Carvalho, C. C. C. R. de, and M. J. Caramujo. 2017. Carotenoids in aquatic ecosystems and aquaculture: A colorful business with implications for human health. Frontiers in Marine Science. 4: 1-14.
Carvalho, L. M. J. D., P. B. Gomes, R. L. D. O. Godoy, S. Pacheco, P. H. F. D. Monte, J. L. V. D. Carvalho, M. R. Nutti, A. C. L. Neves, A. C. R. A. Vieira, and S. R. R. Ramos. 2012. Total carotenoid content, α-carotene and ß-carotene, of landrace pumpkins (Cucurbita moschata Duch): A preliminary study. Food Research International. 47: 337-340.
Charoenphun, N., A. Kanokrung, R. Watanadilok, J. Maitip, S. Ungwiwatkul, T. Chitov, G. Suwannapong, J. D. Evans, Y. P. Chen, S. Phonmat, N. Srisuk, B. Krajangjaeng, and S. Krongdang. 2025. Unlocking the potential of bee bread collected from stingless bees (Tetragonula pagdeni Schwarz): Carotenoid profile, antioxidant, and antimicrobial properties. Journal of Food Composition and Analysis. 147: 107985.
Fábregas, J., A. Otero, A. Domínguez, and M. Patiño. 2001. Growth rate of the Microalga Tetraselmis suecica changes the biochemical composition of Artemia species. Marine Biotechnology. 3: 256-263.
Guedes, A. C., H. M. Amaro, and F. X. Malcata. 2011. Microalgae as sources of carotenoids. Marine Drugs. 9: 625-644.
García-Chavarría, M., and M. Lara-Flores. 2013. The use of carotenoids in aquaculture. Research Journal of Fisheries and Hydrobiology. 8: 38-49.
Guillard, R. R. L. 1975. Culture of phytoplankton for feeding marine invertebrates. In, W. L. Smith and M. H. Chanley (eds.) Culture of Marine Invertebrate Animal. Plenum Press, New York.
Islam, Z., J. Hasan, T. Rahman, Md. Aktaruzzaman, S. Rahman, and M. B. Tanu. 2025. Microalgal (Nannochloropsis sp., Isochrysis sp. and Tetraselmis sp.) diet for spat of the green mussel (Perna viridis) in Bangladesh: growth, filtration and ingestion efficiency. Discover Food. 5: 50.
Kanokrung, A., K. Ratananikom, and R. Watanadilok. 2024. Effect of dietary carotenoids on survival, growth, and carotenoid accumulation in mandarin fish, Synchiropus splendidus (Herre, 1927). Journal of Fisheries and Environment. 48: 38–47.
Khaila, K., S. D'Adamo, M. H. M. Eppink, R. H. Wijffels, and I. C. Boboescu. 2025. Structural and biochemical characterization of Nannochloropsis oceanica IMET1 cell wall and its implications for enzyme-assisted extraction. Algal Research. 90: 104119.
Kristiany, M. G. E., A. S. Panjaitan, Nurhaidin, A. Setiadi, G. D. H. Prabowo, Aripudin, and T. R. Hadi. 2026. Enriched rotifers (Brachionus plicatilis) on the growth and survival rate of Barramundi (Lates calcarifer) larvae. BIO Web of Conferences 221, 01007 (2026) 7th EMBRIO International Symposium (EIS 2025).
Di Lena, G., I. Casini, M. Lucarini, and G. Lombardi-Boccia. 2019. Carotenoid profiling of five microalgae species from large-scale production. Food Research International. 120: 810-818.
Matsui, H., S. Sugihara, M. Wada, T. Ozaki, T. Saitoh, and T. Kotani. 2022. Application of genetic disruption of a Nannochloropsis oceanica cell wall synthesizing gene to n-3 HUFA enrichment of Brachionus plicatilis. Aquaculture. 552: 738022.
Mostafa, H. S., and M. M. Hashem. 2024. Microalgae as a source of carotenoids in food, obstacles and solutions. Phytochemistry Reviews. 24: 4295–4337.
Mialat, B., N. Majdi, M. Tackx, F. Azémar, and E. Buffan-Dubau. 2013. Selective feeding of bdelloid rotifers in river biofilms. PLOS ONE. 8: e75352.
Mulders, K. J. M., Y. Weesepoel, P. P. Lamers, J. P. Vincken, D. E. Martens, and R. H. Wijffels. 2013. Growth and pigment accumulation in nutrient-depleted Isochrysis sff. galbana T-ISO. Journal Applied Phycology. 25: 1421–1430.
Paterson, S., P. Gómez-Cortés, M. A. de la Fuente, and B. Hernández-Ledesma. 2023. Bioactivity and digestibility of microalgae Tetraselmis sp. and Nannochloropsis sp. as a basis for their potential as novel functional foods. Nutrients. 15: 477.
Pérez-Legaspi, I. A., B. M. Guzmán-Fermán, J. D. Moha-León, L. A. Ortega-Clemente, and V. Valadez-Rocha. 2018. Effect of the biochemical composition of three microalgae on the life history of the rotifer Brachionus plicatilis (Alvarado strain): an assessment. International Journal of Limnology. 54: 20.
Ren, Y., H. Sun, J. Deng, J. Huang, and F. Chen. 2021. Carotenoid production from microalgae: Biosynthesis, Salinity responses and novel biotechnologies. Marine Drugs. 19: 713.
Saini, R. K., and Y.-S. Keum. 2018. Carotenoid extraction methods: A review of recent developments. Food Chemistry. 240: 90-103.
Udaypal, R. K. Govind, and P. Verma. 2025. Production of lutein from various microalgae species using different cultivation methods: Structural characterization and assessment of functional integrity. Journal of Applied Phycology. 37: 3417-3432.
Vijayaram, S., E. Ringø, H. Ghafarifarsani, S. H. Hoseinifar, S. Ahani, and C-C. Chou. 2024. Use of Algae in aquaculture: A review. Fishes. 9: 63.
Yusuf, N., N. S. Yosof, and M. Jusoh. 2024. Comparative analysis of growth, biomass and antioxidative responses in microalgae: a study of Chlorella vulgaris, Isochrysis galbana and Tetraselmis chui across growth phases. International Aquatic Research. 16: 355–373.