ปริมาณรังสีแกมมาที่เหมาะสมสำหรับชักนำอโกลนีมาให้เปลี่ยนแปลงลักษณะทางสัณฐานวิทยา
Article Sidebar
Main Article Content
บทคัดย่อ
การสร้างความแปรปรวนของลักษณะทางสัณฐานวิทยาด้วยการฉายรังสีแกมมาแบบเฉียบพลัน ช่วยให้การพัฒนาพันธุ์ อโกลนีมาตรงตามความต้องการของตลาดได้ เพื่อให้เกิดความแปรปรวนสูงสุดจึงหาปริมาณรังสีที่เหมาะสมโดยฉายรังสีแกมมาปริมาณ 1-7 Gy แก่ลำต้นอโกลนีมา ผลการทดลองพบการเจริญเติบโตของอโกลนีมาลดลงร้อยละ 50 (GR50) เมื่อได้รับรังสี 3.25 Gy และมีอัตราการตายร้อยละ 50 (LD50) เมื่อได้รับรังสี 4.5 Gy ซึ่งการเปลี่ยนแปลงลักษณะทางสัณฐานวิทยาของรุ่น M1V2 สูงที่สุดร้อยละ 35 เมื่อได้รับรังสี 3 Gy โดยลักษณะการเปลี่ยนแปลงที่พบจากมากไปน้อยคือ สี ขนาด และรูปร่างของใบ จากนั้นทดสอบอิทธิพลของพันธุ์อโกลนีมาต่อการเปลี่ยนแปลงลักษณะทางสัณฐานวิทยา โดยฉายรังสีแกมมา 3 Gy แก่อโกลนีมาพันธุ์
อัญมณีแดง หลักทรัพย์ และกวักทอง พบอัตราการเปลี่ยนแปลงลักษณะทางสัณฐานวิทยาในแต่ละพันธุ์แตกต่างกันและมีค่าเฉลี่ยของการเปลี่ยนแปลงร้อยละ 60 เมื่อพิจารณาความผิดปกติของรูปร่างและสีใบในรุ่น M1V2 พบเปลี่ยนแปลงลักษณะทาง สัณฐานวิทยารุนแรงในใบที่ 1 แต่เริ่มคงตัวในใบที่ 3 โดยมีค่าประสิทธิผลการกลายพันธุ์เฉลี่ยจาก 3 พันธุ์ร้อยละ 14 เมื่อคัดเลือกต้นที่พบการเปลี่ยนแปลงขนาดใบและสีใบไปตรวจลักษณะผิวใบ พบบางต้นมีการเปลี่ยนแปลงขนาดปากใบและขนาดเซลล์คุม แต่ความหนาแน่นของปากใบเปลี่ยนไปทุกต้น ดังนั้นปริมาณรังสี 3 Gy จึงเป็นปริมาณที่เหมาะสมสำหรับชักนำให้อโกลนีมาเปลี่ยนแปลงลักษณะทางสัณฐานวิทยาได้ในอัตราสูงสุด
Article Details
This work is licensed under a Creative Commons Attribution-NonCommercial-NoDerivatives 4.0 International License.
วารสารเกษตรพระจอมเกล้า
References
Anne, S., & Lim, J. H. (2020). Mutation breeding using gamma irradiation in the development of ornamental plants: a review. Flower Research Journal, 28(3), 102-115.
Belli, M., & Tabocchini, M. A. (2020). Ionizing radiation-induced epigenetic modifications and their relevance to radiation protection. International Journal of Molecular Sciences, 21(17), 5993. https://doi.org/10.3390/ijms21175993
Bonner, W. M. (2003). Low-dose radiation: thresholds, bystander effects, and adaptive responses. Proceedings of the National Academy of Sciences, 100(9), 4973-4975.
Choi, H. I., Han, S. M., Jo, Y. D., Hong, M. J., Kim, S. H., & Kim, J. B. (2021). Effects of acute and chronic gamma irradiation on the cell biology and physiology of rice plants. Plants, 10(3), 439. https://doi.org/10.3390/plants10030439
Di Benedetto, A. H., & Cogliatti, D. H. (1990). Effects of light intensity and quality on the obligate shade plant Aglaonema commutatum. I. Leaf size and leaf shape. Journal of Horticultural Science, 65(6), 689-698.
Du, Y., Feng, Z., Wang, J., Jin, W., Wang, Z., Guo, T., Chen, Y., Feng, H., Yu, L., Li, W., & Zhou, L. (2022). Frequency and spectrum of mutations induced by gamma rays revealed by phenotype screening and whole-genome re-sequencing in Arabidopsis thaliana. International Journal of Molecular Sciences, 23(2), 654. https://doi.org/10.3390/ijms23020654
Dwivedi, A. K., & Banerji, B. K. (2008). Effects of gamma irradiation on Dahlia cv.“Pinki” with particular reference to induction of somatic mutation. Journal of Ornamental Horticulture, 11(2), 148-151.
Henny, R. J., Norman, D. J., & Chen, J. (2004). Progress in ornamental aroid breeding research. Annals of the Missouri Botanical Garden, 91(3), 464-472.
Hong, M. J., Kim, D. Y., Jo, Y. D., Choi, H. I., Ahn, J. W., Kwon, S. J., Kim, S. H., Seo, Y. W., & Kim, J. B. (2022). Biological effect of gamma rays according to exposure time on germination and plant growth in wheat. Applied Sciences, 12(6), 3208. https://doi.org/10.3390/app12063208
Hussein, H. A. A. (2022). Influence of radio-grain priming on growth, antioxidant capacity, and yield of barley plants. Biotechnology Reports. 34, e00724. https://doi.org/10.1016/j.btre.2022.e00724
Kovalchuk, I., Molinier, J., Yao, Y., Arkhipov, A., & Kovalchuk, O. (2007). Transcriptome analysis reveals fundamental differences in plant response to acute and chronic exposure to ionizing radiation. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis, 624(1-2), 101-113.
Li, Q., Chen, J., McConnell, D. B., & Henny, R. J. (2007). A simple and effective method for quantifying leaf variegation. HortTechnology, 17(3), 285-288.
Mahapatra, K., & Roy, S. (2020). An insight into the mechanism of DNA damage response in plants-role of suppressor of gamma response 1: an overview. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis, 819-820, 111689. https://doi:10.1016/j.mrfmmm.2020.111689
Manova, V. & Gruszka, D. (2015). DNA damage and repair in plants–from models to crops. Frontiers in Plant Science, 6, 885. https://doi.org/10.3389/fpls.2015.00885
Nicolson, D. H. (1969). A Revision of the Genus Aglaonema (Araceae): Smithsonian Contributions to Botany. Smithsonian Institution Press.
Pangjai, W., & Huehne, P. S. (2021). Gamma-ray induced morphological changes in rain lily (Zephyranthes spp.). Khon Kaen Agriculture Journal, 49(3), 643-655.
Preuss, S. B., & Britt, A. B. (2003). A DNA-damage-induced cell cycle checkpoint in Arabidopsis. Genetics, 164(1), 323-334.
Puripunyavanich, V., Piriyaphattarakit, A., Chanchula, N., & Taychasinpitak, T., (2019). Mutation induction of In vitro Chrysanthemum by gamma irradiation. Chiang Mai Journal of Science, 46(3), 609-617.
Raina, A., Laskar, R. A., Wani, M. R., Jan, B. L., Ali, S., & Khan, S. (2022). Comparative mutagenic effectiveness and efficiency of gamma rays and sodium azide in inducing chlorophyll and morphological mutants of cowpea. Plants, 11(10), 1322. https://doi.org/10.3390/plants11101322
Ritonga, A. W., & Sukma, D. (2017). The effect of gamma irradiation to the phenotypic of Two Aglonema varieties. Agrotech Journal, 2(2), 21-26.
Srichuai, P., Taychasinpitak, T., Wongchaochant, S., Patanakiat, S., & Piriyaphattarakit, A. (2018). Effect of Acute Gamma Irradiation on In Vitro Culture of Node Climbing Ornamental Sweet Potato (Ipomoea batatas L.). Thai Journal of Science and Technology, 7(3), 239-248.
Sun, S., Zhang, Q., Yu, Y., Feng, J., Liu, C., & Yang, J. (2022). Leaf coloration in Acer palmatum is associated with a positive regulator ApMYB1 with potential for breeding color-leafed plants. Plants, 11(6), 759. https://doi.org/10.3390/plants11060759
Wani, A. A. (2009). Mutagenic effectiveness and efficiency of gamma rays, ethyl methane sulphonate and their combination treatments in chickpea (Cicer arietinum L.). Asian Journal of Plant Sciences, 8(4), 318. https://doi.org/10.3923/ajps. 2009.318.321
Weyers, J. D., & Lawson, T. (1997). Heterogeneity in stomatal characteristics. Advances in Botanical Research, 26, 317–352.
Yin, Q., Tian, T., Kou, M., Liu, P., Wang, L., Hao, Z., & Yue, M. (2020). The relationships between photosynthesis and stomatal traits on the Loess Plateau. Global Ecology and Conservation, 23, e01146. https://doi.org/10.1016/j.gecco.2020.e01146
Yin, Z., Zhang, Z., Deng, D., Chao, M., Gao, Q., Wang, Y., Yang, Z., Bian, Y., Hao, D., & Xu, C. (2014). Characterization of RuBisCo activase genes in maize: an -isoform gene functions alongside a -isoform gene. Plant Physiology, 164(4), 2096-2106.
Yu, Q., Chen, L., Zhou, W., An, Y., Luo, T., Wu, Z., Wang, Y., Xi, Y., Yan, L., & Hou, S. (2020). RSD1 is essential for stomatal patterning and files in rice. Frontiers in Plant Science, 11, 600021. https://doi.org/10.3389/fpls.2020.600021
Zhao, M. H., Li, X., Zhang, X. X., Zhang, H., & Zhao, X. Y. (2020). Mutation mechanism of leaf color in plants: a review. Forests, 11(8), 851. https://doi.org/10.3390/f11080851