ผลของวัสดุเกาะที่แตกต่างกันต่อการลงเกาะของตัวอ่อนปลิงดำ [Holothuria leucospilota (Brandt, 1835)]

Main Article Content

แขวลี วิบูลย์กิจ
ปิยะดา ทวิชศรี ปิยะดา ทวิชศรี

บทคัดย่อ

     การอนุบาลตัวอ่อนปลิงดำ (Holothuria leucospilota) ด้วยวัสดุเกาะที่เหมาะสมสามารถเพิ่มอัตราการรอดตายได้ วัตถุประสงค์ของการทดลองนี้เป็นศึกษาการลงเกาะของตัวอ่อนปลิงดำระยะ pentactula บนวัสดุเกาะ 3 ประเภท ได้แก่ วัสดุชนิดแข็ง สาหร่ายทะเล และวัสดุสังเคราะห์ วางแผนการทดลองแบบสุ่มสมบูรณ์ ทำการเพาะพันธุ์ตัวอ่อนระยะ auricularia จากพ่อแม่พันธุ์ธรรมชาติ ทดลองโดยการอนุบาลตัวอ่อน auricularia ในถังที่มีวัสดุเกาะแต่ละประเภทและให้ไดอะตอมเป็นอาหาร เมื่อตัวอ่อนระยะ pentactula ลงเกาะทั้งหมดจะทำการสุ่มนับจำนวนเพื่อหาอัตราการลงเกาะและตรวจสอบระยะเวลาการลงเกาะ ผลการศึกษาการลงเกาะบนวัสดุชนิดแข็ง คือ ทรายทะเล เศษปะการัง โคลน และวัสดุผสม พบว่าตัวอ่อนปลิงดำลงเกาะบนเศษปะการังได้ดีที่สุด (P<0.01) โดยมีอัตราการลงเกาะ 11.31±0.36 เปอร์เซ็นต์ และระยะเวลาการลงเกาะ 27.00±0.82 วัน ส่วนการลงเกาะบนสาหร่ายทะเล 5 ชนิด คือ สาหร่ายผักกาดทะเล สาหร่ายขนนก สาหร่ายใบมะกรูด สาหร่ายเม็ดพริกไทย และสาหร่ายเห็ดหูหนู พบว่าตัวอ่อนมีอัตราการลงเกาะและระยะเวลาการลงเกาะบนสาหร่ายผักกาดทะเลได้ดีที่สุด (P<0.01) เท่ากับ 17.50±1.43 เปอร์เซ็นต์ และ 23.33±0.58 วัน ตามลำดับ สำหรับการลงเกาะบนวัสดุสังเคราะห์ 4 ชนิด คือ plastic sheet, plastic film, shading net และ monofilament nylon พบว่ามีอัตราการลงเกาะและระยะเวลาการลงเกาะบน plastic sheet ดีที่สุด (P<0.01) เท่ากับ 53.00±4.38 เปอร์เซ็นต์ และ 22.50±0.58 วัน ตามลำดับ การทดลองแสดงให้เห็นว่าตัวอ่อนปลิงดำสามารถลงเกาะได้บนวัสดุทั้ง 3 ประเภท และมีแนวโน้มลงเกาะบนวัสดุสังเคราะห์โดยเฉพาะ plastic sheet ได้ดีกว่าวัสดุประเภทอื่น

Downloads

Download data is not yet available.

Article Details

บท
บทความวิจัย

References

Abdel-Razek, F. A., Abdel-Rahman, S. H., El-Shimy, N. A., & Omar, H. A. (2005). Reproductive biology of the tropical sea cucumber Holothuria atra (Echinodermata: Holothuroidea) in the Red Sea coast of Egypt. Egyptian Journal of Aquatic Research. 31(2), 383-402.

Agudo, N. S. (2006). Sandfish Hatchery Techniques. New Caledonia: The Australian Centre for International Agricultural Research, Secretariat of the Pacific Community and World Fish Center.

Battaglene, S. C., Seymour, J. E., & Ramofafia, C. (1999). Survival and growth of cultured juvenile sea cucumbers, Holothuria scabra. Aquaculture. 178, 293–322.

Chaichotranunt, S., Liammai, S. & Promrach, W. (2021). Study on nursing of sandfish Holothuria scabra Jaeger, 1833 from doliolaria stage to juvenile stage with different diets. Technical Paper No. 1/2021. Bangkok: Department of Fisheries.

Dance, S. K., Lane, I., & Bell, J. D. (2003). Variation in short-term survival of cultured sandfish (Holothuria scabra) released in mangrove-seagrass and coral reef flat habitats in Solomon Islands. Aquaculture. 220, 495–505.

Devakie, M. N., & Ali, A. B. (2002). Effective use of plastic sheet as substrate in enhancing tropical oyster (Crassostrea iredalei Faustino) larvae settlement in the hatchery. Aquaculture. 212, 277–287.

Floren, A. S., Hayashizaki, K., Putchakarn, S., Tuntiprapas, P., & Prathep, A. (2021a). A review of factors influencing the seagrass-sea cucumber association in tropical seagrass meadows. Frontiers in Marine Science. 8. Doi:10.3389/fmars.2021.696134.

Floren, A. S., Hayashizaki, K., Tuntiprapas, P., & Prathep, A. (2021b). Contributions of seagrasses and other sources to sea cucumber diets in a tropical seagrass ecosystem. Chiang Mai Journal of Science. 48, 1259–1270.

Hamel, J. F., & Mercier, A. (1996). Early development, settlement, growth, and spatial distribution of the sea cucumber Cucumaria frondosa (Echinodermata: Holothuroidea). Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 53(2), 253-271.

Hamel, J. F., Conand, C., Pawson, D. L., & Mercier, A. (2001). The sea cucumber Holothuria scabra (Holothuroidea: Echinodermata): its biology and exploitation as bechede-mer. Advances in Marine Biology. 41, 129–223.

Hofmann, L. C., Nettleton, J. C., Neefus, C. D., & Mathieson, A. C. (2010). Cryptic diversity of Ulva (Ulvales, Chlorophyta) in the Great Bay Estuarine System (Atlantic USA): introduced and indigenous distromatic species. European Journal of Phycology. 45(3), 230–239.

Hung, N. Q. (2008). Sea cucumber fisheries, utilization, and trade in Vietnam. In Report of the Regional Study on Sea Cucumber Fisheries, Utilization and Trade in Southeast Asia 2007-2008. (pp. 113-126). Thailand: Southeast Asian Development Center.

Ito, S., & Kitamura, H. (1997). Induction of larval metamorphosis in the sea cucumber Stichopus japonicus by periphitic diatoms. Hydrobiologica. 358, 281–284.

Ivy, G., & Giraspy, D. A. B. (2006). Development of large-scale hatchery production techniques for the commercially important sea cucumber Holothuria scabra var. versicolor (Conand, 1986) in Queensland, Australia. SPC Beche-de-mer Information Bulletin. 24, 28-33.

Kang, K. H., Kim, B. H., & Kim, J. M. (2004). Induction of larval settlement and metamorphosis of the abalone, Haliotis discus hannai larvae using bromomethane and potassium chloride. Aquaculture. 230, 249–259.

Kariya, Y., Mulloy, B., Imai, K., Tominaga, A., Kaneko, T., Asari, A., Suzuki, K., Masuda, H., Kyogashima, M. & Ishii, T. (2004). Isolation and partial characterization of fucan sulfates from the body wall of sea cucumber Stichopus japonicus and their ability to inhibit osteoclastogenesis. Carbohydrate Research. 339, 1339-1346.

Kariya, Y., Watabe, S., Hashimoto, K., & Yoshida, K. (1990). Occurrence of chondroitin sulfate E in glycosaminoglycan isolated from the body wall of sea cucumber Stichopus japonicus. The Journal of Biology Chemistry. 265(9), 5081–5085.

Kawamura, T., & Kikuchi, S. (1992). Effects of benthic diatoms on settlement and metamorphosis of abalone larvae. Suisanzoshoku. 40, 403–409.

Kinch, J., Purcell, S., Uthicke, S., & Friedman, K. (2008). Population status, fisheries and trade of sea cucumbers in the Western Central Pacific. In Sea Cucumbers: A Global Review of Fisheries and Trade, V. Toral-Granda, A. Lovatelli, & M. Vasconcellos (eds.). FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper No. 516. Italy: FAO.

Laing, I. (1995). Effect of food supply on oyster spatfall. Aquaculture. 131, 315–324.

Laxminarayana, A. (2005). Induced spawning and larval rearing of the sea cucumbers, Bohadschia marmorata and Holothuria atra in Mauritius. SPC Beche-de-mer Information Bulletin. 22, 48-52.

Li, L., Li, Q., & Kong, L. (2010). The effect of different substrates on larvae settlement in sea cucumber, Apostichopus japonicus Selenka. Journal of the World Aquaculture Society. 41(1), 123-130. doi:10.1111/j.1749-7345.2009.00341.x.

Mercier, A, Battaglene, S.C., & Hamel, J.F. (2000). Settlement preferences and early migration of the tropical sea cucumber Holothuria scabra. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 249(1), 89–110.

Mladenov, P. V. (1985). Development and metamorphosis of the brittle star, Ophiocoma pumila: evolutionary and ecological implications. The Biological Bulletin. 168, 285–295.

Munprasit, R. (2008). Sea Cucumber Fisheries, Utilization and Trade in Thailand. In Report of the Regional Study on Sea Cucumber Fisheries, Utilization and Trade in Southeast Asia 2007-2008. (pp. 95-112). Thailand: The Secretariat Southeast Asian Fisheries Development Center.

Panagos, C. G., Thomson, D.S., Moss, C., Hughes, A.D., Kelly, M.S., Liu, Y., Chai, W., Venkatasamy, R., Spina, D., Page, C.P., Hogwood, J., Woods, R.J., Mulloy, B., Bavington, C.D., & Uhrín, D. (2014). Fucosylated chondroitin sulfates from the body wall of the sea cucumber Holothuria forskali. The Journal of Biology Chemistry. 289(41), 28284–28298.

Pearce, C. M., & Scheibling, R. E. (1990). Induction of settlement and metamorphosis in the sand dollar Echinarachnius parma: evidence for an adult-associated factor. Marine Biology. 107, 363–369.

Pinochet, J., Urbina, M. A., & Lagosa, M. E. (2020). Marine invertebrate larvae love plastics: Habitat selection and settlement on artificial substrates. Environmental Pollution. 257. doi:10.1016/j.envpol.2019.113571.

Purcell, S. W. (2004). Rapid growth and bioturbation activity of the sea cucumber Holothuria scabra in earthen ponds. In Proceedings of Australasian Aquaculture 2004. (p. 244). Solomon Islands: ICLARM Coastal Aquaculture Centre.

Purcell, S. W., & Simutoga, M. (2008). Spatio-temporal and size-dependent variation in the success of releasing cultured sea cucumbers in the wild. Reviews in Fisheries Science. 16(1-3), 204–214.

Putchakarn, S., Mucharin, A., Komkham, P., & Pangsuk, B. (2017). Checklist of Echinoderms in Thailand. ONEP Biodiversity Series Vol. 23. Thailand: Office of Natural Resources and Environmental Policy and Planning.

Rahim, S. A. K. A., Li, J. Y., & Kitamura, H. (2004). Larval metamorphosis of the sea urchins, Pseudocentrotus depressus and Anthocidaris crassispina in response to microbial films. Marine Biology. 144, 71–78. doi:10.1007/s00227-003-1171-z

Rodríguez, S. R., Ojeda, F. P., & Inestrosa, N. C. (1993). Settlement of benthic marine invertebrates. Marine Ecology Progress Series. 97(2), 193-207.

Selvarajan, R., Sibanda, T., Venkatachalam, S., Ogola, H. J. O., Obieze, C. C., & Msagati, T. A. (2019). Distribution, interaction and functional profiles of epiphytic bacterial communities from the rocky intertidal seaweeds, South Africa. Scientific Reports. 9(19835). doi:10.1038/s41598-019-56269-2.

Singh, R. P., & Reddy, C. R. K. (2014). Seaweed-microbial interactions: Key functions of seaweed-associated bacteria. FEMS Microbiology Ecology. 88(2), 213–230.

Slater, J., Cartonb, A. G., & Jeffs, A. G. (2010). Highly localized distribution patterns of juvenile sea cucumber Australostichopus mollis. New Zealand Journal of Marine and Freshwater Research. 44(4), 201-216.

Smiley, S., Mceuen, F., Chaffee, S. & Krishen. S. (1991). Echinodermata: Holothuroidea. In Reproduction of Marine Invertebrates Echinoderms and Lophophorats. (pp. 613-750). USA: Boxwood Press.

Stott, A. E., Takeuchi, T., & Koike, Y. (2004). Testing various substances that have been bound to plastic plates with agar to induce larval settlement and metamorphosis of abalone Haliotis discus dicus (Reeve). Aquaculture. 231, 547–557.

Su, Z. X., Huang, L. M., Yan, Y., & Li, H. (2007). The effect of different substrates on pearl oyster Pinctada martensii (Dunker) larvae settlement. Aquaculture. 271(1-4), 377–383.

Sukamolson, S. (2017). Priori and Posteriori Comparisons for a Research Study. Academic Journal of Buriram Rajabhat University. 9(2), 51-70.

Tanita, I. & Yamada, H. (2019). Distribution of sea cucumbers in relation to sediment characteristics in coral reef lagoons and adjacent waters around Ishigaki Island, southern Japan. Marine Ecology. 40(5). Doi:10.1111/maec.12564.

Tolon, T., Emiroğlu, D., Günay, D., & Sayg, H. (2015). Effect of sediment grain size on growth performance of juvenile sea cucumber (Holothuria tubulosa). Turkish Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 15, 55-59. doi:10.4194/1303-2712-v15_2_43.

Toral-Granda, V., Lovatelli, A. & Vasconcellos, M. (2008). Sea Cucumbers: A Global Review of Fisheries and Trade. FAO Fisheries and Aquaculture Technical Paper 516. Italy: FAO.

Yamana, Y, Hamano, T., & Miki, K. (2006). Distribution of the Japanese sea cucumber Apostichopus japonicus in the intertidal zone of Hirao Bay, eastern Yamaguchi Prefecture, Japan—Suitable environmental factors for juvenile habitats. Journal of National Fisheries University. 54, 111–120.

Yaqing, C., Changqing, Y., & Xin, S. (2000). Sea cucumber (Apostichopus japonicus) pond polyculture in Dalian, Liaoning Province, China. In Advances in Sea Cucumber Aquaculture and Management (ASCAM) Conference. (pp. 269-272). China: Dalian.

Yu, X. J., He, W. H., Gu, J. D., He, M. X. & Yan, Y. (2008). The effect of chemical cues on settlement of pearl oyster Pinctada fucata martensii (Dunker) larvae. Aquaculture. 277, 83–91.

Zhang, Q., Kühl, M., & Brodersen, K. E. (2020). Effects of epiphytic biofilm activity on the photosynthetic activity, pH and inorganic carbon microenvironment of seagrass leaves (Zostera marina L.). Frontiers in Marine Science. 9. doi:10.3389/fmars.2022.835381.

Zhao, B., Zhang, S., & Qian, P. Y. (2003). Larval settlement of the silver- or goldlip pearl oyster Pinctada maxima (Jameson) in response to natural biofilms and chemical cues. Aquaculture. 220, 883–901.